Pneumologie 2005; 59(7): 497-499
DOI: 10.1055/s-2005-870923
Workshop
© Georg Thieme Verlag Stuttgart · New York

BAL beim Pferd - klinische Aspekte

K.  Fey1
  • 1Justus-Liebig-Universität Gießen, Fachbereich Veterinärmedizin, Klinik für Pferde - Innere Medizin (stellvertretende Leiterin: PD Dr. Kerstin Fey)
Further Information

Publication History

Publication Date:
27 July 2005 (online)

Table of Contents #

Einleitung

Die broncho-alveoläre Lavage (BAL) beim Pferd wird bislang hauptsächlich als Diagnostikum bei chronischen Lungenerkrankungen von Hochleistungspferden (d. h. in Rennställen) oder bei der Erforschung der equinen COPD eingesetzt. Ziel der hier vorgestellten Untersuchung war es, die BAL auf ihre routinemäßige Durchführbarkeit an klinisch relevanten Pferdepatienten zu überprüfen.

#

Material und Methoden

Zwischen März 1998 und Juli 2003 wurden 225 broncho-alveoläre Lavagen bei 175 Pferden an der Klinik für Pferde - Innere Medizin - der Justus-Liebig-Universität Gießen durchgeführt. Bei 50 Pferden erfolgten jeweils 2 Lavagen mit einem Abstand von mindestens 6 Tagen. Die Tiere wurden überwiegend wegen chronischen Hustens, Leistungsabfalls und seltener wegen offensichtlicher Dyspnoe vorgestellt. Bei 21 Pferden wünschte der Besitzer eine eingehende Untersuchung des Respirationstraktes im Rahmen der Leistungsmangeldiagnostik, ohne dass ihm eine Erkrankung dieses Organsystems bislang aufgefallen war.

Die BAL wurde grundsätzlich endoskopisch vorgenommen. Routinemäßig erfolgte die Lavage bis Ende 1998 mit einem 2,20 m Fiberskop mit 12 mm Außendurchmesser (AD), danach mit einem 2,00 m Videoendoskop (11 mm AD). Ausnahmsweise kam bei besonders langhalsigen Pferden ein 3,20 m Gastroskop (14 mm AD) oder, bei Ponys, ein 1,80 m Videoendoskop (11 mm AD) zum Einsatz.

Die Lavage erfolgte unter Sedation mit α2-Agonisten (Romifidin 0,04 mg/kg Körpermasse oder Detomidin 0,01 mg/kg Körpermasse) am stehenden Pferd in einem Zwangsstand. Das Endoskop wurde über den ventralen Nasengang, Larynx und Trachea zur Bifurcatio tracheae und darüber hinaus in den Hauptbronchus und seine Aufzweigungen vorgeschoben, wobei eine kaudodorsale Richtung eingehalten wurde. Die „wedge-position” wurde meist in einem Bronchus der 4., seltener der 5. Generation erreicht. Als Lavageflüssigkeit wurde 0,9 %ige Kochsalzlösung (60 ml/100 kg Körpermasse) über einen Katheter im Arbeitskanal als Bolus in den Bronchus instilliert. Direkt anschließend erfolgte, unter Erzeugung eines möglichst geringen Unterdrucks mit einer Spritze, die Aspiration, deren Dauer maximal 10 min. betrug. Die broncho-alveoläre Lavageflüssigkeit (BALF) wurde über eine doppelte Lage Mull in einem von Kühlkissen und Styroporbehälter umgebenen Kunststoff-Messbecher gepoolt und sofort weiterverarbeitet.

Nach Abschluss der Aspiration wurde das Endoskop zügig zurückgezogen. Routinemäßig erfolgten mindestens dreimalig alle 12 Stunden Kontrollen der Körpertemperatur. Zudem wurde das Pferd am Tag nach der BAL körperlich nicht belastet, sondern im Schritt geführt oder leicht an der Longe bewegt.

#

Ergebnisse

Von insgesamt 225 Lavageflüssigkeiten konnten 220 (97,8 %) ausgewertet werden. Bei zwei Pferden (0,9 %) gelang es aufgrund starker Abwehrbewegungen (trotz Sedation) nicht, die Lavage durchzuführen. Ein Patient erlitt einen so starken Hustenanfall, dass das Endoskop nicht lang genug im Bronchus eingekeilt zu halten war, bis ein auswertbares Probenvolumen gewonnen war. Bei einem weiteren Patienten kam es während der Flüssigkeitsinstillation zu Kaubewegungen und Bildausfall; beim Zurückziehen des Instrumentes zeigte sich, dass das Pferd den Endoskopschaft bei 1,20 m und 1,50 m zerkaut hatte. Die Lavage wurde unter Verwendung eines anderen Endoskops durchgeführt.

Die broncho-alveoläre Lavageflüssigkeit von zwei Patienten (0,9 %) war so stark mit Blut kontaminiert, dass keine zytologische Auswertung möglich war. In beiden Fällen wurde die Blutung durch die mechanische Reizung des Endoskops ausgelöst, labordiagnostisch bestand kein Hinweis auf eine erhöhte Blutungsneigung dieser Tiere. Klinisch ergaben sich keine fassbaren Folgen dieser Hämorrhagien.

Bei zwei Pferden kam es zu erhöhter Körpertemperatur nach der BAL: ein Patient zeigte etwa 20 Stunden nach der BAL 38,9 °C, woraufhin seine Temperatur ohne weitere Maßnahmen im Laufe der nächsten Stunden wieder in den Referenzbereich von unter 38,0 °C sank. Bei dem anderen Patienten stieg die Körpertemperatur 4 Tage nach der BAL und 3 Tage nach Beginn einer Therapie mit u. a. Dexamethason auf über 39,5 °C und es entwickelte sich das Vollbild einer equinen Herpesvirusinfektion mit direktem Virusnachweis.

#

Diskussion

Innerhalb von gut 5 Jahren erfolgten an der Klinik für Pferde bei 175 verschiedenen Pferden 225 broncho-alveoläre Lavagen, von denen 220 (97,8 %) auszuwerten waren. Der Außendurchmesser des stärksten, nur für die Probenahme bei besonders langhalsigen Pferden, verwendeten Endoskops betrug 14 mm. Routinemäßig wurden Endoskope mit Außendurchmessern von 11 oder 12 mm benutzt. Das instillierte Spülflüssigkeitsvolumen betrug 60 ml/100 kg Körpermasse. Damit wurden die wesentlichen Kriterien zur standardisierten Gewinnung von BALF beim Pferd, nämlich max. 13 mm Außendurchmesser des Probenahmegeräts und 250 bis 500 ml Spülflüssigkeit, überwiegend eingehalten [1].

Bei 3 Pferden (1,7 % der Probenahmen) misslang aufgrund von Widersetzlichkeit (trotz Sedation, n = 2) oder aufgrund paroxysmalen Hustens (n = 1) der Versuch, broncho-alveoläre Lavageflüssigkeit zu gewinnen. Zwei Aspirate waren so stark mit Blut kontaminiert, dass keine aussagefähigen Zytopräparate angefertigt werden konnten.

Erwähnt sei, dass ein Totalschaden eines Endoskops aufgetreten ist. Die Flüssigkeitsinstillation hatte begonnen, als das Pferd Kaubewegungen ausführte, die einen Bildausfall verursachten. Der Einführschlauch war vermutlich bei bereits eingekeilter Endoskopspitze weiter vorgeschoben worden, so dass er im Pharynxbereich abknicken und sich zwischen die Molaren schieben konnte. Die modernen, sehr flexiblen Videoendoskope erscheinen für solche Fehlführungen prädestiniert. Durch eine Stabilisierung des Endoskopschaftes sollten derartige Schäden vermieden werden können [2].

Das Aufbringen eines Lokalanästhetikums auf die Schleimhaut von Larynx und den Carinae der Bronchien wird von einigen Autoren empfohlen [3] [4] [5] [6]. Bei den ersten eigenen broncho-alveolären Lavagen wurden bis zu 40 ml einer 1,0 %igen Lidocainlösung auf diese Strukturen aufgebracht. Es entstand jedoch der Eindruck, dass der Hustenreiz bei Vorschieben des Endoskops in den Hauptbronchus nicht entscheidend gemindert und die gesamte Prozedur unnötig verlängert wurde. Da der Husten regelmäßig sistierte, wenn sich das Endoskop festgekeilt hatte oder die Instillation der körperwarmen Flüssigkeit begann, wurde auf eine grundsätzliche Applikation von Lokalanästhetika verzichtet. Verschiedene Untersucher halten die generelle Verwendung von Anästhetika ebenfalls nicht für notwendig [7] [8] [9] [10].

Bei drei der eigenen Patienten wurde, nachdem die erste Flüssigkeitsinstillation überraschend einen minimalen Rückgewinn (in etwa das Volumen der noch im Katheter befindlichen Flüssigkeit) erbrachte, die Endoskopspitze in einen anderen Bronchus eingeführt und die Lavage dort komplikationslos wiederholt. Die fast komplett in der Lunge verbliebenen 300 ml Spülflüssigkeit des ersten Versuchs verursachten keine klinisch auffälligen Symptome. Der geringe Rückgewinn könnte mit einem mangelhaften Einkeilen der Endoskopspitze zu begründen sein. Möglicherweise wurde auch der Endoskopkopf dicht an einer Carina positioniert, ohne dass diese - aufgrund der peripher angebrachten Optik - erkennbar war. Die durch den ebenfalls peripher liegenden Arbeitskanal instillierte Spülflüssigkeit konnte so in einen nicht nach kranial abgedichteten Bronchus abfließen. Auf ein Vorschieben des im Arbeitskanal des Endoskops befindlichen Katheters wurde grundsätzlich verzichtet, um die BALF nicht unabsichtlich mit Epithelzellen anzureichern [11].

Als unerwünschte Folge wurde bei einem Tier (0,46 % aller Probenahmen) etwa 20 Stunden nach der broncho-alveolären Lavage eine transiente Temperaturerhöhung bemerkt. Kurz andauerndes, nicht behandlungsbedürftiges Fieber ist als Nebenwirkung der BAL bei Mensch [12] [13] und Pferd in Einzelfällen beschrieben [7] [10]. Die BAL führt für 48 Stunden zu einem Influx neutrophiler Granulozyten in das gespülte Lungenareal [14] und verursacht somit immer eine zumindest lokale Entzündungsreaktion. Für mindestens 48 Stunden nach einer BAL sollten Leistungspferde daher nicht voll belastet werden [9]. Soll eine BAL in kurzem Zeitabstand wiederholt werden, so wird empfohlen, sie per Endoskop durchzuführen und so kontrolliert unterschiedliche Lungenanteile zu spülen. Bei Verwendung eines Katheters, also bei „blind” durchgeführter BAL, sollten mindestens 7 Tage zwischen den Lavagen vergehen, um durch den induzierten Neutrophileneinstrom verfälschte Ergebnisse sicher zu vermeiden [1].

Bei einem Patienten kam es zum Vollbild einer equinen Herpesvirusinfektion. Die ersten Symptome zeigten sich 4 Tage nach der BAL und 3 Tage nach Beginn einer Therapie mit u. a. Dexamethason. Es ist anzunehmen, dass in erster Linie das Glukokortikoid und eventuell der mit dem Klinikaufenthalt verbundene Stress für das Tier zum Ausbruch der Infektion geführt haben. Die Lavage kann als zusätzlicher Stressfaktor bewertet werden, es erscheint aber wenig plausibel, sie als ursächlich für den Ausbruch der Infektion anzusehen. Nach Kenntnis der Autorin liegen bislang keine Berichte über die Aktivierung latenter Herpesvirusinfektionen durch eine BAL vor.

Insgesamt kann die bislang bei jungen Rennpferden dokumentierte Erfahrung, dass es sich bei der BAL um eine routinemäßig durchführbare und sichere Methode zur Probengewinnung aus dem broncho-alveolären Bereich handelt [15] [16] [17] [18] [19] [20] [21], durch die eigenen Ergebnisse an klinisch relevanten Patienten belegt werden. Dies zeigen auch Experimente an Versuchspferden, bei denen aussagekräftige Proben im Zustand der Exazerbation gewonnen wurden [22] [23] [24] [25] [26]. Damit bietet sich die BAL als Methode zur Evaluation des diagnostisch ansonsten extrem schwierig anzugehenden Bereichs der kleinen Atemwege und Alveolen auch beim Pferd an.

#

Danksagung

Mein Dank geht an alle Mitarbeiter und Studenten, die bei der Durchführung der broncho-alveolären Lavagen bei unseren Patienten geholfen haben.

#

Literatur

  • 1 Robinson N E. International workshop on equine chronic airway disease, Michigan State University 16 - 18 June 2000.  Equine Vet J. 2001;  33 5-19
  • 2 Venner M. Diagnostik von Gastropathien (Klinik, Endoskopie, Labor).  Vortragsband Bpt-Kongress, 4 - 7 November 2004 in Nürnberg.. 2004;  79-82
  • 3 Sweeney C R, Weiher J, Baez J L. et al . Bronchoscopy of the horse.  Am J Vet Res. 1992;  53 1953-1956
  • 4 Crane S A, Ziemer E L, Sweeney C R. Cytologic and bacteriologic evaluation of tracheobronchial aspirates from clinically normal foals.  Am J Vet Res. 1989;  50 2042-2048
  • 5 Viel L, Hewson J. Bronchoalveolar Lavage. In: Robinson NE (ed): Current Therapy in Equine Medicine 5. Saunders 2003: 407-411
  • 6 Schusser G F, Wiegand M, Ruhland A. Technik und Differenzialzellbild der bronchoalveolären Lavage bei Pferden mit COPD.  Prakt Tierarzt. 1999;  80 601-604
  • 7 Fogarty U. Evaluation of a bronchoalveolar lavage technique.  Equine Vet J. 1990;  22 174-176
  • 8 Lapointe J M, Vrins A, Lavoie J P. Effects of centrifugation and specimen preparation technique on bronchoalveolar lavage analysis in horses.  Equine Vet J. 1994;  26 227-229
  • 9 Moore B R, Cox J H. Diagnostic use of bronchoalveolar lavage in horses.  Equine Practice. 1996;  18 7-15
  • 10 McGorum B C, Dixon P M. The analysis and interpretation of equine bronchoalveolar lavage fluid (BALF) cytology.  Equine Vet J. 1994;  6 203-209
  • 11 Mair T S, Stokes C R, Bourne F J. Cellular content of secretions obtained by lavage from different levels of the equine respiratory tract.  Equine Vet J. 1987;  19 458-462
  • 12 Burns D M, Shure D, Francoz R. et al . The physiologic consequences of saline lobar lavage in healthy human adults.  Am Rev Respir Dis. 1983;  127 695-701
  • 13 Crystal R G, Reynolds H Y, Kalica A R. Bronchoalveolar lavage: report of an international conference.  Chest. 1986;  90 122-131
  • 14 Sweeney C R, Rossier Y, Ziemer E L. et al . Effect of prior lavage on bronchoalveolar lavage fluid cell population of lavaged and unlavaged lung segments in horses.  Am J Vet Res. 1994;  55 1501-1504
  • 15 McKane S A, Canfield P J, Rose R J. Equine bronchoalveolar lavage cytology: survey of thoroughbred racehorses in training.  Aust Vet J. 1993;  70 401-404
  • 16 Freeman K P, Roszel J F, McClure J M. et al . A review of cytological specimens from horses with and without clinical signs of respiratory disease.  Equine Vet J. 1993;  25 523-526
  • 17 Clark C K, Lester G D, Vetro T. et al . Bronchoalveolar lavage in horses: effect of exercise and repeated sampling on cytology.  Aust Vet J. 1995;  72 249-252
  • 18 Couetil L L, DeNicola D B. Blood gas, plasma lactate and bronchoalveolar lavage cytology analyses in racehorses with respiratory disease.  Equine Vet J Suppl. 1999;  30 77-82
  • 19 Newton J R, Wood J L. Evidence of an association between inflammatory airway disease and EIPH in young Thoroughbreds during training.  Equine Vet J Suppl. 2002;  34 417-424
  • 20 Colahan P T, Bailey J E, Chou C C. et al . Effect of flunixin meglumine on selected physiologic and performance parameters of athletically conditioned thoroughbred horses subjected to an incremental exercise stress test.  Vet Ther. 2002;  3 37-48
  • 21 Dixon P M, Railton D I, McGorum B C. Equine pulmonary disease: a case control study of 300 referred cases. Part 1: Examination techniques, diagnostic criteria and diagnoses.  Equine Vet J. 1995;  27 416-421
  • 22 Robinson N E, Berney C, Eberhart S. et al . Coughing, mucus accumulation, airway obstruction, and airway inflammation in control horses and horses affected with recurrent airway obstruction.  Am J Vet Res. 2003;  64 550-557
  • 23 Giguère S, Viel L, Lee E. et al . Cytokine induction in pulmonary airways of horses with heaves and effect of therapy with inhaled fluticasone propionate.  Vet Immunol Immunopathol. 2002;  85 147-158
  • 24 Sandersen C, Bureau F, Turlej R. et al . p65 Homodimer activity in distal airway cells determines lung dysfunction in equine heaves.  Vet Immunol Immunopathol. 2001;  80 315-326
  • 25 Gerber V, King M, Schneider D A. et al . Tracheobronchial mucus viscoelasticity during environmental challenge in horses with recurrent airway obstruction.  Equine Vet J. 2000;  32 411-417
  • 26 Benamou A E, Art T, Marlin D J. et al . Effect of exercise on concentrations of immunoreactive endothelin in bronchoalveolar lavage fluid of normal horses and horses with chronic obstructive pulmonary disease.  Equine Vet J Suppl. 1999;  30 92-95
#

Literatur

  • 1 Robinson N E. International workshop on equine chronic airway disease, Michigan State University 16 - 18 June 2000.  Equine Vet J. 2001;  33 5-19
  • 2 Venner M. Diagnostik von Gastropathien (Klinik, Endoskopie, Labor).  Vortragsband Bpt-Kongress, 4 - 7 November 2004 in Nürnberg.. 2004;  79-82
  • 3 Sweeney C R, Weiher J, Baez J L. et al . Bronchoscopy of the horse.  Am J Vet Res. 1992;  53 1953-1956
  • 4 Crane S A, Ziemer E L, Sweeney C R. Cytologic and bacteriologic evaluation of tracheobronchial aspirates from clinically normal foals.  Am J Vet Res. 1989;  50 2042-2048
  • 5 Viel L, Hewson J. Bronchoalveolar Lavage. In: Robinson NE (ed): Current Therapy in Equine Medicine 5. Saunders 2003: 407-411
  • 6 Schusser G F, Wiegand M, Ruhland A. Technik und Differenzialzellbild der bronchoalveolären Lavage bei Pferden mit COPD.  Prakt Tierarzt. 1999;  80 601-604
  • 7 Fogarty U. Evaluation of a bronchoalveolar lavage technique.  Equine Vet J. 1990;  22 174-176
  • 8 Lapointe J M, Vrins A, Lavoie J P. Effects of centrifugation and specimen preparation technique on bronchoalveolar lavage analysis in horses.  Equine Vet J. 1994;  26 227-229
  • 9 Moore B R, Cox J H. Diagnostic use of bronchoalveolar lavage in horses.  Equine Practice. 1996;  18 7-15
  • 10 McGorum B C, Dixon P M. The analysis and interpretation of equine bronchoalveolar lavage fluid (BALF) cytology.  Equine Vet J. 1994;  6 203-209
  • 11 Mair T S, Stokes C R, Bourne F J. Cellular content of secretions obtained by lavage from different levels of the equine respiratory tract.  Equine Vet J. 1987;  19 458-462
  • 12 Burns D M, Shure D, Francoz R. et al . The physiologic consequences of saline lobar lavage in healthy human adults.  Am Rev Respir Dis. 1983;  127 695-701
  • 13 Crystal R G, Reynolds H Y, Kalica A R. Bronchoalveolar lavage: report of an international conference.  Chest. 1986;  90 122-131
  • 14 Sweeney C R, Rossier Y, Ziemer E L. et al . Effect of prior lavage on bronchoalveolar lavage fluid cell population of lavaged and unlavaged lung segments in horses.  Am J Vet Res. 1994;  55 1501-1504
  • 15 McKane S A, Canfield P J, Rose R J. Equine bronchoalveolar lavage cytology: survey of thoroughbred racehorses in training.  Aust Vet J. 1993;  70 401-404
  • 16 Freeman K P, Roszel J F, McClure J M. et al . A review of cytological specimens from horses with and without clinical signs of respiratory disease.  Equine Vet J. 1993;  25 523-526
  • 17 Clark C K, Lester G D, Vetro T. et al . Bronchoalveolar lavage in horses: effect of exercise and repeated sampling on cytology.  Aust Vet J. 1995;  72 249-252
  • 18 Couetil L L, DeNicola D B. Blood gas, plasma lactate and bronchoalveolar lavage cytology analyses in racehorses with respiratory disease.  Equine Vet J Suppl. 1999;  30 77-82
  • 19 Newton J R, Wood J L. Evidence of an association between inflammatory airway disease and EIPH in young Thoroughbreds during training.  Equine Vet J Suppl. 2002;  34 417-424
  • 20 Colahan P T, Bailey J E, Chou C C. et al . Effect of flunixin meglumine on selected physiologic and performance parameters of athletically conditioned thoroughbred horses subjected to an incremental exercise stress test.  Vet Ther. 2002;  3 37-48
  • 21 Dixon P M, Railton D I, McGorum B C. Equine pulmonary disease: a case control study of 300 referred cases. Part 1: Examination techniques, diagnostic criteria and diagnoses.  Equine Vet J. 1995;  27 416-421
  • 22 Robinson N E, Berney C, Eberhart S. et al . Coughing, mucus accumulation, airway obstruction, and airway inflammation in control horses and horses affected with recurrent airway obstruction.  Am J Vet Res. 2003;  64 550-557
  • 23 Giguère S, Viel L, Lee E. et al . Cytokine induction in pulmonary airways of horses with heaves and effect of therapy with inhaled fluticasone propionate.  Vet Immunol Immunopathol. 2002;  85 147-158
  • 24 Sandersen C, Bureau F, Turlej R. et al . p65 Homodimer activity in distal airway cells determines lung dysfunction in equine heaves.  Vet Immunol Immunopathol. 2001;  80 315-326
  • 25 Gerber V, King M, Schneider D A. et al . Tracheobronchial mucus viscoelasticity during environmental challenge in horses with recurrent airway obstruction.  Equine Vet J. 2000;  32 411-417
  • 26 Benamou A E, Art T, Marlin D J. et al . Effect of exercise on concentrations of immunoreactive endothelin in bronchoalveolar lavage fluid of normal horses and horses with chronic obstructive pulmonary disease.  Equine Vet J Suppl. 1999;  30 92-95