Pigeon rotavirus A genotype G18P[17]-associated disease outbreaks after fancy pigeon shows in Germany – a case series

Abstract

Objective Pigeon rotavirus A (RVA) isolates of genotype G18P[17] are causing disease outbreaks and fatalities in pigeon lofts in Australia, Germany, Belgium, Denmark and USA since 2016. Most disease outbreaks have been reported from juvenile pigeons (Columba livia forma domestica). However, reports on RVA-associated disease outbreaks in fancy pigeons in connection with fancy pigeon shows in Germany are rare.

Material and methods Overall 18 pigeons (16 fancy pigeons and one racing pigeon from 9 pigeon fanciers, as well as one feral pigeon from a rescue center) were sent in for routine diagnostic necropsy including histopathologic, parasitologic and microbiologic examinations. Molecular biologic examinations for detection of RVA, circovirus, Usutu virus, West Nile virus and Chlamydia psittaci were also carried out on all pigeons. An accompanying questionnaire filled in by the senders was used to generate basic information on the affected pigeon lofts.

Results Disease outbreaks in juvenile and adult pigeons were reported 7–14 days after fancy pigeon shows. One fancier who had previously vaccinated his pigeons with an autogenous pigeon RVA vaccine, noted no morbidity and mortality among his pigeons and thus sent in a healthy pigeon for diagnostic purposes. Reported clinical signs in the other pigeons were regurgitation, green slimy diarrhea, anorexia, apathy and death after 24 hours. Hepatic necrosis and detection of pigeon RVA isolates of genotype G18P[17] confirmed disease outbreaks caused by pigeon RVA in all pigeons, except for the vaccinated pigeon. Besides pigeon circovirus, which was detected in 15 of 18 pigeons, all other pathogens were singular findings.

Conclusion and clinical relevance In disease outbreaks following fancy pigeon shows in juvenile and adult pigeons diagnostics should include pigeon RVA of genotype G18P[17].

Zusammenfassung

Gegenstand und Ziel Tauben-Rotavirus-A-Isolate des Genotyps G18P[17] verursachen in Australien, Deutschland, Belgien, Dänemark und den USA seit 2016 Krankheitsausbrüche und Todesfälle überwiegend bei Jungtauben. Berichte über Rotavirus-A-assoziierte Krankheiten bei Rassetauben im Zusammenhang mit Rassetaubenausstellungen in Deutschland sind jedoch selten.

Material und Methoden Insgesamt 18 Tauben (16 Rassetauben und eine Brieftaube von 9 Rassetaubenzüchtern sowie eine Stadttaube aus einer Auffangstation) wurden zur routinemäßigen diagnostischen Sektion einschließlich histopathologischer, parasitologischer und mikrobiologischer Untersuchungen eingeschickt. Bei allen Tauben erfolgte zudem eine molekularbiologische Untersuchung zum Nachweis von Rotavirus A, Circovirus, Usutu-Virus, West-Nil-Virus und Chlamydia psittaci. Auf Basis eines von den Züchtern ausgefüllten Fragebogens wurden grundlegende Informationen über die betroffenen Taubenschläge generiert.

Ergebnisse Krankheitsausbrüche bei Jung- und Alttauben wurden 7–14 Tage nach Rassetaubenausstellungen beschrieben. Ein Züchter hatte seine Tauben zuvor mit einer autogenen Tauben-Rotavirus-A-Vakzine geimpft, berichtete über keine Morbidität und Mortalität bei seinen Tieren und hatte daher zu Diagnostikzwecken eine gesunde Taube eingesandt. Klinische Symptome bei den anderen Tauben waren Regurgitieren, grün-schleimige Diarrhö, Anorexie, Apathie und Tod nach 24 Stunden. Lebernekrosen und der Nachweis von Tauben-Rotavirus-A-Isolaten des Genotyps G18P[17] bestätigten Tauben-Rotavirus A als Krankheitsursache bei den Tieren mit Ausnahme der Taube aus dem geimpften Bestand. Neben dem Tauben-Circovirus, das bei 15 von 18 Tauben nachgewiesen wurde, waren alle anderen Krankheitserreger singuläre Befunde.

Schlussfolgerung und klinische Relevanz Kommt es nach Rassetaubenausstellungen zu Krankheitsausbrüchen bei Jung- und Alttauben, sollte die Diagnostik den Nachweis von Tauben-Rotavirus A des Genotyps G18P[17] beinhalten.

Key words

Avian rotavirus A - RVA - hepatic necrosis - circovirus - PiCV

Schlüsselwörter

Aviäres Rotavirus A - RVA - Lebernekrosen - Circovirus - PiCV

Publication History

Received: 22 May 2020

Accepted: 14 December 2020

Article published online:
15 February 2021

• References

• 1 Bund Deutscher Rassegeflügelzüchter e. V.. Zuchtierbestandserfassung Abschlussbericht 2019. https://www.bdrg.de/fuer-sie/downloads Date: 16.08.2020
• 2 McCowan C, Crameri S, Kocak A. et al. A novel group A rotavirus associated with acute illness and hepatic necrosis in pigeons (Columba livia), in Australia. PLoS One 2018; 13: e0203853 DOI: 10.1371/journal.pone.0203853.
• 3 Hunnam JC, Sloan S, McCowan CI. et al. The racing pigeon (Columba livia domestica) industry in Victoria, Australia, and epidemiology of a novel Group A rotavirus outbreak. Transbound Emerg Dis 2019; 66: 2058-2066 DOI: 10.1111/tbed.13254.
• 4 Rubbenstroth D, Peus E, Schramm E. et al. Identification of a novel clade of group A rotaviruses in fatally diseased domestic pigeons in Europe. Transbound Emerg Dis 2019; 66: 552-561 DOI: 10.1111/tbed.13065.
• 5 Blakey J, Crossley B, Rosenberger JK. et al. Rotavirus A associated with clinical disease and hepatic Necrosis in california pigeons (Columba livia domestica). Avian Dis 2019; 63: 651-658 DOI: 10.1637/aviandiseases-D-19–00114.
• 6 Raue R, Schmidt V, Freick M. et al. A disease complex associated with pigeon circovirus infection, young pigeon disease syndrome. Avian Pathol 2005; 34: 418-425 DOI: 10.1080/03079450500267825.
• 7 Schmidt V, Schlömer J, Lüken C. et al. Experimental infection of domestic pigeons with pigeon circovirus. Avian Dis 2008; 52: 380-386 DOI: 10.1637/8188–120407-Reg.
• 8 Rubbenstroth D, Ulrich R, Wylezich C. et al. First experimental proof of Rotavirus A (RVA) genotype G18P[17][17] inducing the clinical presentation of ‚young pigeon disease syndrome‘ (YPDS) in domestic pigeons (Columba livia). Transbound Emerg Dis 2020; 67 (04) 1507-1516 DOI: 10.1111/tbed.13485.
• 9 Michel F, Sieg M, Fischer D. et al. Evidence for West Nile virus and Usutu virus infections in wild and resident birds in Germany, 2017 and 2018. Viruses 2019; 11: 674 DOI: 10.3390/v11070674.
• 10 Ziegler U, Lühken R, Keller M. et al. West Nile virus epizootic in Germany, 2018. Antiviral Res 2019; 162: 39-43 DOI: 10.1016/j.antiviral.​2018.12.005.
• 11 Ziegler U, Santos PD, Groschup MH. et al. West Nile Virus epidemic in Germany triggered by epizootic emergence, 2019. Viruses 2020; 12: 448 DOI: 10.3390/v12040448.
• 12 Teske L, Ryll M, Rubbenstroth D. et al. Epidemiological investigations on the possible risk of distribution of zoonotic bacteria through apparently healthy homing pigeons. Avian Pathol 2013; 42: 397-407 DOI: 10.1080/03079457.2013.822468.
• 13 Santos HM, Tsai CY, Catulin GEM. et al. Common bacterial, viral, and parasitic diseases in pigeons (Columba livia): A review of diagnostic and treatment strategies. Vet Microbiol 2020; 247: 108779 DOI: 10.1016/j.vetmic.2020.108779.
• 14 Harlin R, Wade L. Bacterial and parasitic diseases of Columbiformes. Vet Clin North Am Exot Anim Pract 2009; 12: 453-473 DOI: 10.1016/j.cvex.2009.07.001.
• 15 Dhama K, Saminathan M, Karthik K. et al. Avian rotavirus enteritis – an updated review. Vet Quart 2015; 35: 142-158 DOI: 10.1080/01652176.2015.1046014.
• 16 Krautwald-Junghanns ME, Hofstetter S, Schmidt V. Tierärztliche Betreuung von Taubenbeständen. Tierarztl Prax Ausg K Kleintiere Heimtiere 2014; 42: 336-345
• 17 Dorrestein GM. Diagnostic necropsy and pathology. In: Altman RB, Clubb SL, Dorrestein GM. et al., eds. Avian Medicine and Surgery. 1st edn.. Philadelphia: Saunders; 1997: 158-169
• 18 Gedek B, Kaaden O-R, Mahnel H. et al. Nachweisverfahren für Bakterien und Pilze. In: Mayr A. Hrsg. Rolle/Mayr Medizinische Mikrobiologie, Infektions- und Seuchenlehre. 6. Aufl.. Stuttgart: Enke; 1993: 510-519
• 19 Jöst H, Bialonski A, Maus D. et al. Isolation of Usutu virus in Germany. Am J Trop Med Hyg 2011; 85: 551-553 DOI: 10.4269/​ajtmh.2011.11–0248.
• 20 Linke S, Ellerbrok H, Niedrig M. et al. Detection of West Nile virus lineages 1 and 2 by real-time PCR. J Virol Methods 2007; 146: 355-358 DOI: 10.1016/j.jviromet.2007.05.021.
• 21 Harzer M, Heenemann K, Sieg M. et al. Prevalence of pigeon rotavirus infections: Animal exhibitions as risk factor for pigeon flocks. Arch Virol. 2020 DOI: 10.1007/s00705–020–04834-w
• 22 Halami MY, Nieper H, Müller H. et al. Detection of a novel circovirus in mute swans (Cygnus olor) by using nested broad-spectrum PCR. Virus Res 2008; 132: 208-212 DOI: 10.1016/j.virusres.2007.11.001.
• 23 Pantchev A, Sting R, Bauerfeind R. et al. New real-time PCR tests for species-specific detection of Chlamydophila psittaci and Chlamydophila abortus from tissue samples. Vet J 2009; 181: 145-150 DOI: 10.1016/j.tvjl.2008.02.025.
• 24 Tamura K, Stecher G, Peterson D. et al. MEGA6: molecular evolutionary genetics analysis version 6.0. Mol Biol Evol 2013; 30: 2725-2729 DOI: 10.1093/molbev/mst197.
• 25 Saitou N, Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees. Mol Biol Evol 1987; 4: 406-425 DOI: 10.1093/oxfordjournals.molbev.a040454.
• 26 Jukes TH, Cantor CR. Evolution of protein molecules. In: Munro HN. ed. Mammalian Protein Metabolism. New York: Academic Press; 1969: 21-132
• 27 Felsenstein J. Confidence-limits on phylogenies – an approach using the bootstrap. Evol 1985; 39: 783-791 DOI: 10.2307/2408678.
• 28 Stenzel T, Pestka D, Tykałowski B. et al. Epidemiological investigation of selected pigeon viral infections in Poland. Vet Rec 2012; 171: 562 DOI: 10.1136/vr.100932.
• 29 Stenzel T, Dziewulska D, Tykałowski B. et al. The clinical infection with pigeon circovirus (PiCV) leads to lymphocyte B Apoptosis but has no effect on lymphocyte T subpopulation. Pathogens 2020; 9: E632 DOI: 10.3390/pathogens9080632.
• 30 Stenzel T, Dziewulska D, Śmiałek M. et al. Comparison of the immune response to vaccination with pigeon circovirus recombinant capsid protein (PiCV rCP) in pigeons uninfected and subclinically infected with PiCV. PLoS One 2019; 14: e0219175 DOI: 10.1371/journal.pone.0219175.