Handchir Mikrochir Plast Chir 2000; 32(3): 181-186
DOI: 10.1055/s-2000-10920
Originalarbeit

Georg Thieme Verlag Stuttgart · New York

Die Kultivierung humaner Schwannscher Zellen für das Tissue Engineering peripherer Nerven

Cultivation of Human Schwann Cells for Tissue Engineering of Peripheral NervesH. Fansa1 , G. Keilhoff2 , G. Wolf2 , W. Schneider1
  • 1 Klinik für Plastische, Wiederherstellungs- und Handchirurgie (Direktor: Prof. Dr. W. Schneider)
  • 2 Institut für Medizinische Neurobiologie (Direktor: Prof. Dr. G. Wolf)
  • Medizinische Fakultät, Otto-von-Guericke-Universität, Magdeburg
Further Information

Publication History

Publication Date:
31 December 2000 (online)

Zusammenfassung

Die Kultivierung humaner Zellen ist bereits für viele klinische Bereiche etabliert. Für die Behandlung von Erkrankungen und Verletzungen des peripheren Nervensystems ist die Kultivierung humaner Schwannscher Zellen sinnvoll. So lässt sich im Tiermodell mit Schwannschen Zellen in vitro ein biologisches Nerventransplantat herstellen, ein Beispiel für das sogenannte „Tissue Engineering“. Humane Schwannsche Zellen lassen sich allerdings weitaus schwieriger kultivieren als Zellen von Ratten. Ziel dieser Studie war daher die Etablierung einer einfachen Methode zur Kultivierung humaner Schwannscher Zellen aus Neuromen, die sich nach einer kompletten Durchtrennung eines peripheren Nervs bilden. Da diese Neurome für eine autologe Nerventransplantation entfernt werden müssen, stellen sie eine Art Abfallprodukt dar, und ihre Entnahme verursacht keine zusätzlichen neurologischen Defizite.

Schwannsche Zellen wurden von elf Patienten (5 bis 75 Jahre) kultiviert, die eine komplette Durchtrennung des N. medianus im Bereich des distalen Unterarmes aufwiesen, die nicht primär versorgt werden konnte, so dass zwei Wochen nach dem Trauma eine N. suralis-Transplantation durchgeführt wurde. Als Kontrolle wurden Reste des für die Transplantation entnommenen N. suralis verwendet. Die Zellen wurden immunhistochemisch S100 gefärbt. Die Vitalität wurde durch die Fluoreszein-Fluoreszenz-Färbung ermittelt.

Die höchste Ausbeute an Schwannschen Zellen fand sich bei den aus adulten Neuromen gezüchteten Kulturen. Bereits am dritten Tag in vitro waren 1,5-mal mehr Zellen als aus juvenilen Nerven und Neuromen zu kultivieren. Am siebten Kulturtag zeigte sich die 2,5fache Menge an Schwannschen Zellen, verglichen mit den Zellen aus juvenilen Nerven, und sogar die siebenfache Menge an Zellen im Vergleich zu den adulten Nerven. Eine Kultivierung von Zellen aus Nerven von alten Patienten (über 65 Jahre) war nicht möglich.

Die Verwendung von Neuromen als Ausgangsmaterial erlaubt eine Kultivierung humaner Schwannscher Zellen auch ohne pharmakologische Beeinflussung innerhalb kurzer Zeit. Normale Nerven stellen nur im juvenilen Alter eine verwertbare Quelle für das Tissue Engineering von Nerven dar. Dabei spielt die verwendete Technik eine untergeordnete Rolle; vielmehr ist hierfür die altersabhängig reduzierte Teilungsfähigkeit der Zellen in Kultur, ihre mangelnde Fähigkeit zu dedifferenzieren und damit zu proliferieren, verantwortlich.

Summary

Cultivation of human cells is well established. The cultivation of human Schwann cells may offer a new therapeutic approach for treatment of degenerative and traumatic lesions of the peripheral nervous system. Currently, Schwann cells in combination with other biological matrices are used as tissue-engineered biological nerve grafts in animal models. Cultivation of human Schwann cells, however, is more difficult than cultivation of rodent cells. A high cell yield is only achieved by pharmacological stimulation, which should not be used in clinical therapy. Thus, we aimed to establish an easy method of cultivating human Schwann cells from peripheral nerve neuromas that have developed after a complete nerve lesion. As these neuromas have to be resected in any case to allow proper nerve reconstruction, their removal does not lead to additional neurological defects.

Schwann cells were cultivated from the neuromas of eleven patients, aged 5 to 75 years. All patients suffered from a complete median nerve lesion at the level of the distal forearm, which could not be treated primarily. Two weeks after trauma, the patients underwent secondary reconstruction by autologous sural nerve grafts. During this operation, the neuromas were resected. Control cultures were established from remaining parts of the sural nerve. Cell yield was determined on the first, third and seventh day in vitro. Schwann cells were stained for S100. Viability was assessed with fluoresceine-fluorescence. The cell count was assessed with regard to the donor age.

The growth rate of Schwann cells was found to be donor-age dependent. The highest cell yield was obtained from adult neuromas. By the third day in vitro, they showed a 1.5 fold increased cell count compared with juvenile nerves and neuromas. By the seventh day in vitro, Schwann cells from adult neuromas were increased 2.5 times compared with cells from juvenile nerves and 7 times compared to cells from adult sural nerves. Cultivation of Schwann cells taken from sural nerves of patients older than 65 years was not possible.

The utilization of neuromas as a source for human Schwann cells allows an age-independent cultivation within a short time period without any pharmacological treatment. These neuromas are virtually predegenerated and show an activation of Schwann cells implying good adherence and high mitotic activity in culture. Normal nerve tissue as a source for Schwann cells for tissue-engineered nerves is only sufficient in young patients due to its greater proliferative potential. The age-dependent proliferation underlines the need for alternative sources for Schwann cells.

Literatur

  • 1 Ansselin A D, Fink T, Davey D F. Peripheral nerve regeneration through nerve guides seeded with adult Schwann cells.  Neuropathol Appl Neurobiol. 1997;  23 387-398
  • 2 Baron-Van Evercooren A, Avellana-Adalid V, Lachapelle F, Liblau R. Schwann cell transplantation and myelin repair of the CNS.  Mult Scler. 1997;  3 157-161
  • 3 Berry M, Carlile J, Hunter A. Peripheral nerve explants grafted into the vitreous body of the eye promote the regeneration of retinal ganglion cell axons severed in the optic nerve.  J Neurocytol. 1996;  25 147-170
  • 4 Bixby J L, Lilien J, Reichardt L F. Identification of the major proteins that promote neuronal process outgrowth on Schwann cells in vitro.  J Cell Biol. 1988;  107 353-361
  • 5 Bolin L M, Iismaa T P, Shooter E M. Isolation of activated adult Schwann cells and a spontaneously immortal Schwann cell clone.  J Neurosci Res. 1992;  33 231-238
  • 6 Boyer P J, Tuite G F, Dauser R C, Muraszko K M, Tennekoon G I, Rutkowski J L. Sources of human Schwann cells and the influence of donor age.  Exp Neurol. 1994;  130 53-55
  • 7 Brown R E, Erdmann D, Lyons S F, Suchy H. The use of cultured Schwann cells in nerve repair in a rabbit hind-limb model.  J Reconstr Microsurg. 1996;  12 149-152
  • 8 Bunge R P. Expanding roles for the Schwann cell: Ensheathment, myelination, trophism and regeneration.  Curr Opin Neurobiol. 1993;  3 805-809
  • 9 Casella G TB, Bunge R P, Wood P M. Improved method for harvesting human Schwann cells from mature peripheral nerve and expansion in vitro.  Glia. 1996;  17 327-338
  • 10 Dumont C E, Bolin L M, Hentz V R. A composite nerve graft system: Extracted rat peripheral nerve injected with cultured Schwann cells.  Muscle Nerve. 1996;  19 97-99
  • 11 Fansa H, Keilhoff G, Plogmeier K, Frerichs O, Wolf G, Schneider W. Successful implantation of Schwann cells in acellular muscles.  J Reconstr Microsurg. 1999;  15 61-65
  • 12 Fansa H, Keilhoff G, Förster G, Seidel B, Wolf G, Schneider W. Acellular muscle with Schwann-cell implantation. An alternative biologic nerve conduit.  J Reconstr Microsurg. 1999;  15 531-537
  • 13 Fansa H, Keilhoff G, Frerichs O, Wolf G, Schneider W. Der Einfluß der Prädegeneration peripherer Nerven auf die Plastizität von kultivierten Schwannschen Zellen und ihre Zellzahl in vitro.  Handchir Mikrochir Plast Chir. 1999;  31 367-372
  • 14 Hayflick L. The cell biology of human aging.  Sci Am. 1980;  242 58-65
  • 15 Keilhoff G, Wolf G. Comparison of double fluorescence staining and LDH-test for monitoring cell viability in vitro.  Neuroreport. 1993;  5 129-132
  • 16 Keilhoff G, Fansa H, Schneider W, Wolf G. In vivo predegeneration of peripheral nerves: An effective technique to obtain activated Schwann cells for nerve conduits.  J Neurosci Meth. 1999;  89 17-24
  • 17 Keynes R J. Schwann cells during neural development and regeneration: Leaders or followers?.  TINS. 1987;  10 137-139
  • 18 Lassner F, Becker M, Fansa H, Walter G F, Berger A. Preservation of peripheral nerve grafts: A comparison of normal saline, HTK organ preservation solution, and DMEM Schwann cell culture medium.  J Reconstr Microsurg. 1995;  11 447-453
  • 19 Lundborg G, Dahlin L, Danielsen N, Zhao Q. Trophism, tropism, and specificity in nerve regeneration.  J Reconstr Microsurg. 1994;  10 345-354
  • 20 Mirsky R, Stewart H JS, Tabernero A, Bradke F, Brennan A, Dong Z, Jessen K R. Development and differentiation of Schwann cells.  Rev Neurol (Paris). 1996;  152 308-313
  • 21 Reier P J, Stokes B T, Thompson F J, Anderson D K. Fetal cell grafts into resection and contusion/compression injuries of the rat and cat spinal cord.  Exp Neurol. 1992;  115 177-188
  • 22 Sasagasako N, Toda K, Hollis M, Quarles R H. Myelin gene expression in immortalized Schwann cells: Relationship to cell density and proliferation.  J Neurochem. 1996;  66 1432-1439
  • 23 Schwab M E. Bridging the gap in spinal cord regeneration.  Nature Med. 1996;  2 976-977
  • 24 Senoo E, Tamaki N, Fujimoto E, Ide C. Effects of prelesioned peripheral nerve graft on nerve regeneration in the rat spinal cord.  Neurosurg. 1998;  42 1347-1356
  • 25 Stark G B, Horch R, Tánczos (Eds) E. Biological Matrices and Tissue Reconstruction. Berlin; Springer 1998
  • 26 Yin Q, Kemp G J, Frostick S P. Neurotrophins, neurones and peripheral nerve regeneration.  J Hand Surg [Br]. 1998;  23 433-437

Dr. med. Hisham Fansa

Klinik für Plastische, Wiederherstellungs- und HandchirurgieMedizinische Fakultät der Otto-von-Guericke-Universität

Leipziger Straße 44

39120 Magdeburg

Email: E-mail: hisham.fansa@medizin.uni-magdeburg.de

    >