Biozide Wirkstoffe und Biofilm – Entwicklung, Fixierung und Entfernung

Biofilme finden sich im Zusammenhang mit verschiedenen nosokomialen Infektionsarten nicht nur an Medizinprodukten, sondern auch auf anderen Flächen, die mit Desinfektionsmitteln behandelt werden. Dieser Beitrag zeigt, wie unterschiedlich ausgewählte biozide Wirkstoffe aus Desinfektionsmitteln sich auf die Biofilmbildung, -fixierung und -entfernung auswirken.

Schlüsselwörter

Biofilm - Biozid - Krankenhaushygiene

Abkürzungen

DDAC: Didecyldimethylammoniumchlorid

MHK: minimale Hemmkonzentration

MRSA: multiresistenter Staphylococcus aureus

PVP-Iod: Polyvinylpyrrolidon-Jod
 

Einleitung

Zwischen 2000 und 2018 wurden 16 duodenoskopassoziierte Ausbrüche nosokomialer Infektionen mit insgesamt 232 betroffenen Patienten beschrieben [1]. Es wurden durchgängig gramnegative Spezies nachgewiesen, vor allem Pseudomonas aeruginosa und Klebsiella pneumoniae.

Die vermuteten bzw. nachgewiesenen Ursachen und Quellen der Ausbrüche sind vielfältig. Als eine der Ursachen wird die Biofilmbildung betrachtet, insbesondere an schwer zugänglichen Stellen des Duodenoskops bzw. auf beschädigten Oberflächen.

Was ist Biofilm?

Biofilme sind ein komplexes Gebilde von Bakterien und einer Matrix, bestehend aus Proteinen (z. B. adhäsiven Pili), Polysacchariden, extrazellulärer DNA und Enzymen, die insgesamt auch als „extrazelluläre polymere Substanzen“ bezeichnet werden. Ihre Entstehung verläuft typischerweise in mehreren Schritten. Zunächst binden die Bakterienzellen an eine Fläche (Adhäsion).

Diese Bindung ist anfangs noch reversibel. Anschließend bilden die Bakterien durch Zellteilung und Produktion extrazellulärer Matrix eine Mikrokolonie, die sich im Verlauf stabilisiert und reift. Der Biofilm kann in der Folge wieder Bakterienzellen oder Biofilmteile freisetzen, die an eine weitere Fläche anhaften [2] ([Abb. 1]).

Abb. 1 Der Entwicklungsprozess Biofilmbildung. A frei schwimmende Bakterienzellen, B reversible Bindung an Oberfläche, C irreversible Bindung, D Bildung von Mikrokolonien sowie Ausbildung einer extrazellulären Matrix, E Ausbildung einer dreidimensionalen Biofilmarchitektur, F passive (oben) bzw. aktive (unten) Ablösung der Zellen.

In Laborversuchen wird häufig mit monomikrobiellen Biofilmen geforscht, d. h. dass nur eine Bakterienspezies den Biofilm bildet oder besiedelt. Seltener finden sich Studien mit polymikrobiellen Biofilmen, bei denen 2 oder mehr Bakterienspezies bzw. andere Mikroorganismen vorhanden sind. Polymikrobielle Biofilme werden jedoch typischerweise auf Devices oder Wunden nachgewiesen.

Trockener Biofilm

Seit einigen Jahren wird „trockenem“ Biofilm mehr Aufmerksamkeit gewidmet. Hierbei handelt es sich um Cluster von Mikroorganismen, für die elektronenmikroskopisch die für Biofilme typische extrazelluläre Matrix nachgewiesen wurde. Forscher aus Großbritannien untersuchten 2018 in 9 Abteilungen aus 3 Kliniken insgesamt 61 Flächen mit häufigem Händekontakt. Zu den Flächen zählten vor allem Tastaturen (34 Proben) und Patientenakten (20 Proben), aber auch Händedesinfektionsmittelflaschen (2 Proben). Auf 95% dieser Flächen wurde trockener polymikrobieller Biofilm nachgewiesen. Alle Biofilme enthielten gramnegative Bakterienspezies, teilweise mit einer Relevanz für nosokomiale Infektionen. In 58% der Biofilme fand sich MRSA [3].

Tipp

Das Vorhandensein bakterienhaltiger Biofilme auf grundsätzlich trockenen Flächen in Kliniken wird möglicherweise unterschätzt, insbesondere im Hinblick auf die Qualität der Reinigung.

Wo findet man Biofilm?

Biofilm findet sich zunächst auf verschiedenen Geweben. Dazu zählen beispielsweise Schleimhäute und chronische Wunden. Darüber hinaus lassen sich Biofilme in unterschiedlicher Häufigkeit auf Medizinprodukten mit Körper- bzw. Gewebekontakt nachweisen, beispielsweise auf Trachealtuben, Kontaktlinsen, Gefäßkathetern, Endoskopen oder Harnwegdrainagen [4].

Merke

Restfeuchtigkeit begünstigt die Biofilmbildung auf Endoskopen. Deshalb ist ihre Trocknung nach der Aufbereitung ein wichtiger Schritt zur Vermeidung der Biofilmbildung [5].

Biofilm und Infektionen

Verschiedene Infektionsarten werden durch Biofilme begünstigt. Zur Bewertung des Einflusses einer Wirkstoffexposition sind vor allem Device-assoziierte Infektionen von Bedeutung [6]. Dazu zählen

• beatmungsassoziierte Pneumonien,

• gefäßkatheterassoziierte Septikämien,

• katheterassoziierte Harnweginfektionen sowie

• im weiteren Sinn auch endoskopassoziierte Infektionen wie die Sepsis [4].

Häufig finden sich in diesem Zusammenhang Staphylococcus spp. oder Pseudomonas spp. auf Devices, die in den Körper eingeführt bzw. implantiert wurden. Man spricht dann auch von chronischen polymerassoziierten Infektionen [6]. Biofilme sind auch für chronische Wunden im Sinne gewebeassoziierter Infektionen relevant [4]. Darüber hinaus gewinnen trockene Biofilme auf unbelebten Flächen eine größere Bedeutung.

Biofilm und biozide Wirkstoffe

Nachfolgend werden typische biozide Wirkstoffe zur Flächen- und Instrumentendesinfektion, zur Hautantiseptik sowie zur Wund- und Schleimhautantiseptik betrachtet.

Verschiedene Faktoren haben Einfluss auf die Wirkung biozider Substanzen auf den Biofilm.

• Konzentration des Wirkstoffs,

• Dauer und Art der Exposition,

• Reife des Biofilms,

• monomikrobieller oder polymikrobieller Biofilm,

• Art des Materials, auf dem sich der Biofilm gebildet hat.

Nachfolgend werden die Erkenntnisse hinsichtlich der beiden ersten Faktoren zusammengestellt:

Einfluss der Alkohole auf Biofilm

Die zur Desinfektion üblicherweise verwendeten Alkohole (Ethanol, iso-Propanol, n-Propanol) führen mehrheitlich zu einer Verstärkung der Biofilmbildung bei Staphylococcus aureus sowie Staphylococcus epidermidis ([Tab. 1]). Die Exposition lag jedoch in der Mehrzahl der Studien bei 24 Stunden. Diese Einwirkzeit ist bei einer Anwendung der Alkohole zur Hautantiseptik bzw. Flächendesinfektion durch ihre Flüchtigkeit nicht zu erwarten. Daten zur Biofilmfixierung wurden nicht gefunden. Alle 3 Alkohole haben keine bzw. eine schwache Fähigkeit, vorhandene Biofilme zu entfernen.

Tab. 1 Wirkung von Alkoholen auf die Bildung, Fixierung bzw. Entfernung von Biofilm klinisch relevanter Bakterienspezies.

Spezies	Wirkstoffkonzentration (Art des Alkohols)	Einwirkzeit	Biofilmbildung	Biofilmfixierung	Biofilmentfernung	Referenz
E = Ethanol; iP = iso-Propanol; MRSA = multiresistenter Staphylococcus aureus; nP = n-Propanol; – = keine Daten
Staphylococcus aureus einschließlich MRSA	70% (E)	60 min	–	–	0%	[7]
	70% (E)	30 min	Reduzierung	–	ca. 12%	[8]
	40 – 95% (E, iP)	24 h	Verstärkung	–	–	[9]
	20%, 40%, 60%, 80%, 100% (E)	24 h	Verstärkung	–	–	[10]
Staphylococcus epidermidis	40 – 95% (E, iP)	24 h	Verstärkung	–	–	[9]
	60% (nP)	1 – 60 min	–	–	0 – 40%	[11]
Burkholderia cepacia	70% (E)	2 – 10 min	–	–	20 – 30%	[12]
Pseudomonas aeruginosa	70% (E)	60 min	–	–	0%	[7]
Stenotrophomonas maltophilia	25% und 40% (E)	60 min	–	–	30 – 75%	[13]
polymikrobieller Biofilm	40% (E)	60 min	–	–	0%	[14]
	11,6% (E)	20 min	–	–	0%	[15]

Einfluss von Chlorhexidin auf Biofilm

Die Biofilmbildung wird durch höhere Konzentrationen von Chlorhexidin mehrheitlich reduziert, wohingegen subletale Konzentrationen die Biofilmbildung von Staphylococcus epidermidis, Klebsiella pneumoniae und Serratia marcescens fördern. Daten zur Biofilmfixierung durch Chlorhexidin waren nicht zu finden. Monomikrobieller und polymikrobieller Biofilm wird durch Chlorhexidin eher schlecht entfernt. Eine Ausnahme scheint Streptococcus mutans zu sein ([Tab. 2]).

Tab. 2 Wirkung von Chlorhexidin auf die Bildung, Fixierung bzw. Entfernung von Biofilm klinisch relevanter Bakterienspezies.

Spezies	Wirkstoffkonzentration	Einwirkzeit	Biofilmbildung	Biofilmfixierung	Biofilmentfernung	Referenz
– = keine Daten
Enterococcus faecalis	0,2%	4 h	Reduzierung	–	–	[16]
Staphylococcus aureus	1%	60 min	–	–	0%	[7]
	0,2%	4 h	Reduzierung	–	–	[16]
	0,0064 – 0,0556%	24 h	Reduzierung	–	–	[17]
Staphylococcus epidermidis	0,1%	15 min	–	–	21%	[18]
	subletal	1 d	Verstärkung	–	–	[19]
Streptococcus mutans	0,2%	4 h	Reduzierung	–	–	[16]
	0,12%	5 × 1 min über 54 h	unverändert	–	–	[20]
	0,12%	5 min	–	–	80 – 97%	[21]
	0,03%	24 h	unverändert	–	–	[22]
	≥ 0,0002%	24 h	Reduzierung	–	–	[23]
Escherichia coli	0,2%	4 h	Reduzierung	–	–	[16]
Klebsiella pneumoniae	subletal	40 d	Verstärkung	–	–	[24]
Pseudomonas aeruginosa	1%	60 min	–	–	0%	[7]
	0,1%	30 min	–	–	keine	[25]
Serratia marcescens	subletal	40 d	Verstärkung	–	–	[24]
Candida albicans	4%	10 min	–	–	keine	[26]
	0,2%	4 h	Reduzierung	–	–	[16]
	0,0002%	24 h	Reduzierung	–	–	[27]
polymikrobieller Biofilm	2%	1 min	–	–	keine	[28]
	2%	7 d	–	–	teilweise	[29]
	1%	2 min	–	–	keine	[30]
	0,2%	10 min	–	–	40 – 65%	[31]
	0,2%	2 d	–	–	keine	[32]
	0,12%	20 min	–	–	keine	[15]
	0,12%	1 h	–	–	keine	[14]
	0,12%	4 × 2 h an 2 d	Reduzierung	–	–	[33]
	0,1%	1 h	–	–	keine	[34]
	unbekannt	7 d	Reduzierung	–	–	[35]

Einfluss von Polihexanid auf Biofilm

Polihexanid ist kaum in der Lage, vorhandenen Biofilm zu entfernen ([Tab. 3]). Seine Wirkung auf die Biofilmbildung bzw. -fixierung ist auf Basis veröffentlichter wissenschaftlicher Daten nicht beurteilbar.

Tab. 3 Wirkung von Polihexanid auf die Bildung, Fixierung bzw. Entfernung von Biofilm klinisch relevanter Bakterienspezies.

Spezies	Wirkstoffkonzentration	Einwirkzeit	Biofilmbildung	Biofilmfixierung	Biofilmentfernung	Referenz
– = keine Daten
Pseudomonas aeruginosa	0,02 – 0,04%	30 min	–	–	keine Reduktion	[25]

Einfluss von Benzalkoniumchlorid auf Biofilm

Die Biofilmbildung wird durch Benzalkoniumchlorid mehrheitlich reduziert. Der Effekt hängt dabei unter anderem von der Konzentration des Wirkstoffs ab, wie das Beispiel Staphylococcus epidermidis zeigt. Eine fixierende Wirkung von Benzalkoniumchlorid ist bislang nicht beschrieben worden, auch wenn der Wirkstoff am Pseudomonas-fluorescens-Biofilm die mechanische Stabilität verstärken konnte. Die Biofilmentfernung durch Benzalkoniumchlorid ist mehrheitlich schwach bis mäßig ([Tab. 4]).

Tab. 4 Wirkung von Benzalkoniumchlorid auf die Bildung, Fixierung bzw. Entfernung von Biofilm klinisch relevanter Bakterienspezies.

Spezies	Wirkstoffkonzentration	Einwirkzeit	Biofilmbildung	Biofilmfixierung	Biofilmentfernung	Referenz
– = keine Daten; *stärkere Wirkung bei niedrigerer Konzentration; **stärkere Wirkung bei längerer Exposition; MHK = minimale Hemmkonzentration
Staphyloccoccus aureus	0,1%	60 min	–	–	0%	[7]
	0,0016 – 0,1%	24 h	Reduzierung	–	–	[17]
	subletal	24 h	Verstärkung*	–	–	[36]
Staphylococcus epidermidis	0,0001%	24 h	Verstärkung	–	–	[37]
	0,0002%, 0,0003%, 0,0004%, 0,0005%	24 h	Reduzierung	–	–	[37]
	≥ MHK	24 h	Reduzierung	–	–	[19]
Escherichia coli	subletal	24 h	Verstärkung*	–	–	[36]
	≥ MHK	24 h	Reduzierung	–	–	[19]
	1 mM	30 min	–	–	keine Reduktion	[38]
Pseudomonas aeruginosa	0,1%	60 min	–	–	0%	[7]
	0,04 – 0,1%	5 – 60 min	–	–	Entfernung	[39]
	0,036%	30 min	–	–	22 – 38%	[40]
	1 mM	30 min	–	–	Keine Reduktion	[38]
	≥ MHK	24 h	Reduzierung	–	–	[19]
Pseudomonas fluorescens	0,125 – 0,9 mM	30 min	–		0 – 25%**	[41]
	0,25 – 0,9 mM	7 d	–	Stärkung der mechanischen Stabilität**	–	[41]
Salmonella enteritidis	0,001%	2 d	–	–	50%	[42]
	0,0125%	24 h	Reduzierung	–	–	[43]

Einfluss von DDAC auf Biofilm

Die Wirkung von Didecyldimethylammoniumchlorid (DDAC) auf die Biofilmbildung, -fixierung bzw. -entfernung ist auf Basis öffentlicher wissenschaftlicher Daten nicht beurteilbar.

Einfluss von Wasserstoffperoxid auf Biofilm

Niedrige Konzentrationen von Wasserstoffperoxid (0,017 – 0,25%) reduzieren die Staphylococcus-epidermidis-Biofilmbildung, wohingegen 1% Wasserstoffperoxid die Biofilmbildung verstärkt. Bereits vorhandener Biofilm ist durch Wasserstoffperoxid mäßig zu entfernen. Die Wirkung von Wasserstoffperoxid auf die Biofilmfixierung ist derzeit nicht beurteilbar ([Tab. 5]).

Tab. 5 Wirkung von Wasserstoffperoxid auf die Bildung, Fixierung bzw. Entfernung von Biofilm klinisch relevanter Bakterienspezies.

Spezies	Wirkstoffkonzentration	Einwirkzeit	Biofilmbildung	Biofilmfixierung	Biofilmentfernung	Referenz
– = keine Daten
Staphylococcus aureus	5 – 7%	1 – 60 min	–	–	70 – 95%	[7], [8], [44]
Staphylococcus epidermidis	0,017%	24 h	Reduzierung	–	–	[45]
	0,034%	24 h	Reduzierung	–	–	[45]
	0,125%	24 h	Reduzierung	–	–	[45]
	0,25%	24 h	Reduzierung	–	–	[45]
	0,5	1 min	–	–	22%	[37]
	1%	24 h	Verstärkung	–	–	[45]
	3%	1 min	–	–	63%	[11]
	5%	1 min	–	–	69%	[11]
Burkholderia cenocepacia	0,3%	2 – 10 min	–	–	< 10%	[12]
	0,5%	2 – 10 min	–	–	45%	[12]
	1%	2 – 10 min	–	–	37%	[12]
	3%	2 – 10 min	–	–	55%	[12]
Pseudomonas aeruginosa	5%	1 – 60 min	–	–	28 – 85%	[7], [44]

Einfluss von Peressigsäure auf Biofilm

Peressigsäure kann, je nach Formulierung, zu einer Biofilmfixierung von 0% bis 54% führen. Gleichzeitig wird Biofilm durch Peressigsäure nicht bzw. mäßig entfernt. Der Einfluss von Peressigsäure auf die Biofilmbildung ist wenig erforscht. Im Wasserleitungssystem eines neuen zahnärztlichen Behandlungsplatzes wurde durch die Behandlung mit 0,26% Peressigsäure in 5 Zyklen à 5 Minuten pro Tag über 30 Tage die Biofilmbildung verhindert ([Tab. 6]).

Tab. 6 Wirkung von Peressigsäure auf die Bildung, Fixierung bzw. Entfernung von Biofilm klinisch relevanter Bakterienspezies.

Spezies	Wirkstoffkonzentration	Einwirkzeit	Biofilmbildung	Biofilmfixierung	Biofilmentfernung	Referenz
– = keine Daten
Staphylococcus aureus	0,3%	1 – 60 min	–	–	14 – 32%	[44]
	3%	30 s	–	–	„teilweise“	[46]
Escherichia coli	0,087 – 0,35%	5 – 15 min	–	0 – 54%	0 – 14%	[47]
	0,11%	15 min	–	0 – 3%	0 – 16%	[48]
Pseudomonas aeruginosa	0,3%	1 – 60 min	–	–	41 – 63%	[44]
polymikrobieller Biofilm	0,26%	5 Zyklen à 5 min pro Tag über 30 d	kein Biofilm gebildet	–	–	[49]

Einfluss von Natriumhypochlorit auf Biofilm

Natriumhypochlorit führt in subletaler Konzentration mehrheitlich zu einer verstärkten Biofilmbildung wie beispielsweise mit Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus, Escherichia coli und Salmonella typhimurium. Die Schwächung der Stabilität eines Pseudomonas-fluorescens-Biofilms deutet darauf hin, dass Natriumhypochlorit keine fixierende Wirkung hat. Monomikrobielle Biofilme sind durch Natriumhypochlorit mehrheitlich mäßig bis gut zu entfernen, die Wirkung gegenüber polymikrobiellem Biofilm hingegen ist schwach ([Tab. 7]).

Tab. 7 Wirkung von Natriumhypochlorit auf die Bildung, Fixierung bzw. Entfernung von Biofilm klinisch relevanter Bakterienspezies.

Spezies	Wirkstoffkonzentration	Einwirkzeit	Biofilmbildung	Biofilmfixierung	Biofilmentfernung	Referenz
– = keine Daten; * 4 von 5 Isolaten; ** 1 von 5 Isolaten; *** stärkere Wirkung bei längerer Exposition
Enterococcus faecalis	subletal	48 h	Reduzierung*	–	–	[50]
			Verstärkung**
	2,5%	30 s	–	–	44%	[51]
Staphylococcus aureus inkl. MRSA	subletal	24 h	Verstärkung	–	–	[7], [8], [44], [52], [53]
	1%	1 – 60 min	–	–	0 – 55%***
	1%	30 min	–	–	100%
	0,1 – 2%	10 min	–	–	≥ 90%
Burkholderia cenocepacia	0,05%	5 min	–	–	58%	[12]
	0,1%	5 min	–	–	65%
	0,3%	5 min	–	–	82%
Escherichia coli	subletal	24 h	Verstärkung	–	–	[54]
Pseudomonas aeruginosa	2,5%	5 min	–	–	vollständige bzw. fast vollständige Entfernung	[7], [44], [55]
	1%	1 – 60 min	–	–	9 – 92%***
Pseudomonas fluorescens	0,005 – 0,05%	7 d	–	Schwächung der mechanischen Stabilität***	–	[41]
Salmonella typhimurium	subletal	24 h	Verstärkung	–	–	[56]
polymikrobieller Biofilm	5,25%	2 d	–	–	gering	[32]
	2,55%	1 min	–	–	keine	[28]
	0,95%	1 h	–	–	keine	[34]

Einfluss von Octenidin auf Biofilm

Octenidin hat in hohen Konzentrationen (0,31 – 6%), die keine Anwendung am Patienten finden, eine hemmende Wirkung auf die Biofilmbildung. Ob eine vergleichbare Wirkung auch bei 0,1% Octenidin erwartet werden kann, ist unklar. Die Entfernung von Biofilm durch 0,1% Octenidin in Kombination mit 2% Phenoxyethanol ist variabel und auch abhängig von der Anwendungsdauer. Ob Octenidin eine fixierende Wirkung auf bestehenden Biofilm hat, ist momentan ungeklärt ([Tab. 8]).

Tab. 8 Wirkung von Octenidin auf die Bildung, Fixierung bzw. Entfernung von Biofilm klinisch relevanter Bakterienspezies.

Spezies	Wirkstoffkonzentration	Einwirkzeit	Biofilmbildung	Biofilmfixierung	Biofilmentfernung	Referenz
– = keine Daten; *in Kombination mit 2% Phenoxyethanol.
Staphylococcus aureus	1,25%, 0,62%, 0,31%	2 – 10 min	Reduzierung	–	–	[57]
	0,1%*	1 – 30 min	–	–	vollständig	[58]
Pseudomonas aeruginosa	0,1%*	1 min	–	–	keine	[58]
	0,1%*	15 min	–	–	teilweise
	0,1%*	30 min	–	–	vollständig
polymikrobieller Biofilm	3 – 6%	3 – 7 d	Reduzierung	–	–	[59]
	0,1%*	1 min	–	–	keine	[28]
	0,1%*	täglich für 28 d	–	–	teilweise	[60]

Einfluss von PVP-Iod auf Biofilm

Polyvinylpyrrolidon-Jod (PVP-Iod) kann die Biofilmbildung teilweise reduzieren, wie beispielsweise bei Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus oder Candida albicans. Eine verstärkte Biofilmbildung durch PVP-Iod wurde bislang nicht beschrieben. Die Biofilmentfernung durch PVP-Iod ist mehrheitlich gut und abhängig von der Einwirkzeit. Ob PVP-Iod vorhandenen Biofilm fixieren kann, ist derzeit unbekannt ([Tab. 9]).

Tab. 9 Wirkung von PVP-Iod auf die Bildung, Fixierung bzw. Entfernung von Biofilm klinisch relevanter Bakterienspezies.

Spezies	Wirkstoffkonzentration	Einwirkzeit	Biofilmbildung	Biofilmfixierung	Biofilmentfernung	Referenz
– = keine Daten
Enterococcus faecalis	0,2%	4 h	Reduzierung	–	–	[16]
Staphylococcus aureus	7,5%	1 – 30 min	–	–	vollständig	[58]
	0,2%	4 h	Reduzierung	–	–	[16]
Streptococcus mutans	0,2%	4 h	unverändert	–	–	[16]
Escherichia coli	0,2%	4 h	unverändert	–	–	[16]
Pseudomonas aeruginosa	7,5%	1 min	–	–	keine	[58]
	7,5%	15 min	–	–	teilweise
	7,5%	30 min	–	–	vollständig
	0,015 – 0,0375%	5 min	–	–	vollständig	[39]
	0,01 – 0,0325%	15 min	–	–	vollständig
	0,0075 – 0,0175%	30 min	–	–	vollständig
	0,0025 – 0,01%	60 min	–	–	vollständig
Candida albicans	0,2%	4 h	Reduzierung	–	–	[16]

Einfluss von Glutaraldehyd auf Biofilm

Der Einfluss von Glutaraldehyd auf die Biofilmbildung ist nicht bekannt. Der Wirkstoff kann jedoch Biofilm stark fixieren. An Pseudomonas fluorescens wurde darüber hinaus nachgewiesen, dass eine höhere Konzentration von Glutaraldehyd (0,1%) den Biofilm stärker fixiert als eine niedrigere Konzentration (0,01%) [41]. Die Biofilmentfernung war bei Staphylococcus aureus gut, bei Pseudomonas fluorescens hingegen schlecht ([Tab. 10]).

Tab. 10 Wirkung von Glutaraldehyd auf die Bildung, Fixierung bzw. Entfernung von Biofilm klinisch relevanter Bakterienspezies.

Species	Wirkstoffkonzentration	Einwirkzeit	Biofilmbildung	Biofilmfixierung	Biofilmentfernung	Referenz
– = keine Daten
Staphylococcus aureus	2%	30 min	–	–	Ca. 72%	[8]
Escherichia coli	2%	5 – 15 min	–	62 – 97%	–	[47]
Pseudomonas fluorescens	0,02%	1 – 2 h	–	–	2 – 18%	[61]

Wirkstoffübersicht

[Abb. 2] zeigt, dass kein biozider Wirkstoff dem vorher beschriebenen Ideal entspricht und die Biofilmbildung durchgängig hemmt, vorhandenen Biofilm nicht fixiert und gleichzeitig stark reduziert.

Abb. 2 Übersicht über die Wirkung biozider Wirkstoffe auf Biofilm.

Merke

Nach [Abb. 2] weist PVP-Iod die vergleichsweise besten Gesamteigenschaften auf.

Antimikrobielle Wirksamkeit gegenüber Mikroorganismen im Biofilm

Praktisch alle bioziden Wirkstoffe sind gegenüber Mikroorganismen im Biofilm deutlich schwächer wirksam als gegenüber frei suspendierten („planktonischen“) Mikroorganismen. Beispielhaft ist hier die bakterizide Wirkung von Ethanol beschrieben. Die Mehrzahl der Studien zeigt, dass 70%iges Ethanol gegenüber Bakterienspezies wie Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella typhimurium und Staphylococcus aureus im Biofilm innerhalb von 60 Minuten nur eine eingeschränkte Wirkung aufweist (≤ 2 log₁₀), während gegenüber planktonischen Zellen innerhalb von 30 Sekunden eine starke Wirkung vorhanden ist (> 5 log₁₀) [62]. Durch den Biofilm wird also die desinfizierende Wirkung deutlich eingeschränkt.

Cave

Die Wirkung von bioziden Wirkstoffen ist gegenüber Bakterien im Biofilm meist deutlich eingeschränkt.

Wirkstoffe zur Flächen- bzw. Instrumentendesinfektion

Zur Flächen- und Instrumentendesinfektion werden unter anderem Benzalkoniumchlorid, DDAC, Wasserstoffperoxid, Peressigsäure, Natriumhypochlorit und Glutaraldehyd verwendet. Zusätzlich finden Alkohole zur Flächendesinfektion Anwendung.

• Peressigsäure weist hier mit einer reduzierten Biofilmbildung, einer schwachen bzw. mäßigen Biofilmfixierung und einer mäßigen bis starken Biofilmentfernung das günstigste Gesamtbild auf.

• Wasserstoffperoxid kann die Biofilmbildung sowohl verstärken als auch reduzieren, und es kann vorhandenen Biofilm meist mäßig entfernen.

• Die Alkohole und Benzalkoniumchlorid reduzieren bei mehr Spezies die Biofilmbildung, als dass sie diese verstärken, doch die Fähigkeit zur Biofilmentfernung ist häufig schwach.

• Natriumhypochlorit führt bei vielen Spezies zu einer verstärkten Biofilmbildung, das Potenzial zur Biofilmentfernung ist häufig mäßig oder schwach.

• Die Wirkung von Glutaraldehyd auf die Biofilmbildung ist nicht bekannt. Der Wirkstoff führt jedoch zu einer mäßigen bis starken Biofilmfixierung, vorhandener Biofilm lässt sich mäßig oder schlecht entfernen.

• Eine Bewertung von DDAC ist nicht möglich.

Merke

Zur Flächen- und Instrumentendesinfektion weist Peressigsäure mit einer reduzierten Biofilmbildung, einer schwachen bzw. mäßigen Biofilmfixierung und einer mäßigen bis starken Biofilmentfernung das günstigste Gesamtbild auf.

Diese Erkenntnisse haben einerseits Bedeutung für die mit Desinfektionsmitteln behandelten Flächen. Diese Flächen werden in Kliniken in der Regel täglich desinfizierend gereinigt, sodass es immer wieder zu ihrer Befeuchtung kommt, was für die Biofilmbildung vorteilhaft ist. Auf diesem Weg kann möglicherweise erklärt werden, wie Biofilme auf Flächen entstehen, die in der Regel trocken sind und deshalb als „trockene Biofilme“ inzwischen nachgewiesen werden können. Diese „trockenen Biofilme“ können als vorhandene Struktur wahrscheinlich auch mit anderen Spezies neu besiedelt werden.

Darüber hinaus lohnt es sich, Behälter bzw. Tuchspender zur Flächendesinfektion zu betrachten. 2014 wurde eine bakterielle Kontamination von Flächendesinfektionsmittellösungen in Tuchspendersystemen nachgewiesen, meist auf Basis von Benzalkoniumchlorid bzw. Glucoprotamin, aber auch in Kombination mit Glutaral, Aminen bzw. DDAC („oberflächenaktive Substanzen“).

Bei Mehrwegspendersystemen für getränkte Tücher zur Flächendesinfektion kann es, je nach Spendertyp, ohne validierte Aufbereitung der Behälter zur bakteriellen Kontamination der Desinfektionsmittellösung (häufig 1-h-Wert) sowie zur Biofilmbildung im Spender kommen [63]. Adaptierte Isolate waren schon nach wenigen Stunden in der Lage, mit der Biofilmbildung auf der Oberfläche des Spenders in der Desinfektionsmittellösung zu beginnen [63]. Verbesserte Tuchspendersysteme sind in der Zwischenzeit vorhanden, um dieses Risiko für Produkte auf dieser Wirkstoffbasis zu reduzieren bzw. zu eliminieren.

Cave

Benzalkoniumchlorid findet sich häufig auf Kunststoffflächen oder Metallen, auch im Gesundheitswesen [64]. Der an Kunststoff gebundene Wirkstoff kann nachweislich die Biofilmbildung von P. aeruginosa auf der Oberfläche erhöhen [65].

Wenn zur manuellen Aufbereitung Behälter zur Instrumentendesinfektion eingesetzt werden, ist eine vergleichbare Situation denkbar, in der kaum oder nicht aufbereitete Behälter mit der Anwendungslösung zur Instrumentendesinfektion befüllt werden. Je nach Wirkstoff, seiner Konzentration, den vorhandenen Bakterienspezies sowie ihrer Anpassungsfähigkeit an den Wirkstoff ist hier eine Biofilmbildung auf den Oberflächen des Behälters samt mikrobieller Kontamination denkbar, vor allem bei Präparaten auf Basis von Benzalkoniumchlorid. Hier sind ebenfalls Wirkstoffe vorzuziehen, die eine Biofilmbildung reduzieren oder sogar verhindern wie beispielsweise Peressigsäure.

Wirkstoffe zur Hautantiseptik

Merke

Alkohole werden von der KRINKO und der WHO grundsätzlich zur Hautantiseptik empfohlen [66], [67].

Je nach Präparat finden sich weitere Substanzen in alkoholischen Hautantiseptika wie beispielsweise Chlorhexidin, Octenidin, PVP-Iod, Benzalkoniumchlorid oder DDAC.

Sowohl Chlorhexidin als auch Benzalkoniumchlorid können in Konzentrationen mit bakterizider Wirkung die Biofilmbildung mehrheitlich reduzieren, in subletaler Konzentration hingegen findet sich eine verstärkte Biofilmbildung. Beide Wirkstoffe führen mehrheitlich zu einer mäßigen oder schwachen Biofilmentfernung.

• Für Chlorhexidin in alkoholischen Hautantiseptika ist ein Patientennutzen nachgewiesen, sowohl im Hinblick auf die Prävention postoperativer Wundinfektionen als auch bei gefäßkatheterassoziierten Septikämien [68], [69]. Für Chlorhexidin ist also der Nutzen größer als die Risiken.

• Für Benzalkoniumchlorid in alkoholischen Hautantiseptika ist kein Patientennutzen belegt. Selbst die Wirkung einer niedrigen Konzentration auf der Haut ist nach 48 h nachweislich ungenügend [70]. Deshalb sind für Benzalkoniumchlorid die Risiken größer als der Nutzen.

• Octenidin in Kombination mit Phenoxyethanol kann die Biofilmbildung reduzieren. Ob ein ähnlicher Effekt auch durch Octenidin allein zu erwarten ist, kann momentan nicht beantwortet werden. Außerdem ist seine Wirkung auf die Fixierung bzw. Entfernung des Biofilms in klinisch relevanter Konzentration (z. B. 0,1%) unbekannt.

• PVP-Iod weist insgesamt ein günstiges Gesamtbild auf. Die Biofilmbildung wird entweder reduziert oder nicht beeinflusst. Die Biofilmentfernung ist bei einigen Spezies eher stark, kann aber auch mäßig oder gering sein.

• Eine Bewertung von DDAC ist nicht möglich.

Cave

In subletaler Konzentration können Chlorhexidin und Benzalkoniumchlorid bei einigen Spezies die Biofilmbildung verstärken. Deshalb sind hier der Nutzen und die Risiken besonders sorgfältig abzuwägen.

Wirkstoffe zur Wund- bzw. Schleimhautantiseptik

In der Wund- bzw. Schleimhautantiseptik kommen unter anderem Chlorhexidin, Polihexanid, Wasserstoffperoxid, Octenidin, PVP-Iod bzw. Natriumhypochlorit zum Einsatz.

• Das günstigste Gesamtbild weist PVP-Iod auf. Die Biofilmbildung wird durch PVP-Iod entweder reduziert oder nicht beeinflusst. Die Biofilmentfernung ist meist stark, kann aber auch mäßig oder gering sein.

• Chlorhexidin reduziert bei mehr Spezies die Biofilmbildung, kann aber in subletaler Konzentration die Biofilmbildung verstärken. Die Biofilmentfernung ist meist mäßig oder schwach.

• Wasserstoffperoxid und Octenidin in klinisch relevanter Konzentration können je nach Spezies die Biofilmbildung verstärken oder reduzieren wie auch vorhandenen Biofilm stark, mäßig oder schwach entfernen.

• Natriumhypochlorit verstärkt bei mehr Spezies die Biofilmbildung. Die Entfernung von vorhandenem Biofilm ist meist mäßig oder schwach.

• Zu Polihexanid liegen kaum Daten vor. Eine Biofilmentfernung durch Polihexanid ist eher schwach.

Merke

Das günstigste Gesamtbild von bioziden Wirkstoffen zur Wund- oder Schleimhautantiseptik weist PVP-Iod auf. Die Biofilmbildung wird durch PVP-Iod entweder reduziert oder nicht beeinflusst. Die Biofilmentfernung ist meist stark, kann aber auch mäßig oder gering sein.

Kernaussagen

• Der ideale biozide Wirkstoff hemmt die Biofilmbildung, führt zu keiner Fixierung eines vorhandenen Biofilms, sondern reduziert diesen möglichst stark.

• Die Wirkung von bioziden Wirkstoffen ist gegenüber Bakterien im Biofilm meist deutlich eingeschränkt.

• In subletaler Konzentration können Chlorhexidin und Benzalkoniumchlorid bei einigen Spezies die Biofilmbildung verstärken. Deshalb sind in der Hautantiseptik der Nutzen und die Risiken besonders sorgfältig abzuwägen.

• Zur Flächen- und Instrumentendesinfektion weist Peressigsäure mit einer reduzierten Biofilmbildung, einer schwachen bzw. mäßigen Biofilmfixierung und einer mäßigen bis starken Biofilmentfernung das günstigste Gesamtbild auf.

• Das günstigste Gesamtbild der bioziden Wirkstoffen zur Wund- oder Schleimhautantiseptik weist PVP-Iod auf. Die Biofilmbildung wird entweder reduziert oder nicht beeinflusst. Die Biofilmentfernung ist meist stark, kann aber auch – in Abhängigkeit vom Erreger – mäßig oder gering sein.

Wissenschaftlich verantwortlich gemäß Zertifizierungsbestimmungen

Wissenschaftlich verantwortlich gemäß Zertifizierungsbestimmungen für diesen Beitrag ist Prof. Dr. Günter Kampf, Greifswald.

Autorinnen/Autoren

Günter Kampf

Prof. Dr. med., studierte in Lübeck Medizin. Anschließend arbeitete er in Großbritannien in der Chirurgie, der Inneren Medizin sowie der Klinischen Pharmakologie, gefolgt von der Facharztweiterbildung für Hygiene und Umweltmedizin an der FU Berlin. An der Ernst-Moritz-Arndt-Universität Greifswald habilitierte er sich 2003 und wurde dort 2009 zum außerplanmäßigen Professor ernannt. Von 1998 – 2016 war er Mitarbeiter der Bode Chemie GmbH, Hamburg, in den letzten 5 Jahren als wissenschaftlicher Direktor des Bode Science Centers. 2016 war er 7 Monate Senior Expert Science bei Knieler und Team. Seitdem ist er als Facharzt für Hygiene und Umweltmedizin selbstständig.

Interessenkonflikt

Der Autor stand bis 2016 in einem Beschäftigungsverhältnis mit der Firma Bode Chemie GmbH, Hamburg.

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